在其他植物中极为罕见。

更关键的是，这些酶的基因表达，似乎都受某个“上游基因”调控。团队做了个实验：将高含量泽泻的块茎细胞放在低氮环境中，发现SE、LS及修饰酶的基因表达量同时下降，泽泻醇B含量随之减少；而当补充特定激素后，这些基因又同步上调。“就像一个乐队，有个指挥在统一发号施令，”陈雨薇说，“这个指挥，很可能就是SADS1。”

为了验证猜想，他们克隆了SADS1基因，将其导入烟草细胞（一种常用的基因功能验证模型）。结果显示：导入SADS1的烟草细胞，虽然不能合成泽泻醇B（缺乏下游酶），但三萜合成的通用前体（角鲨烯）含量比对照组增加了2.1倍，且SE、LS的基因表达量显着升高。“它确实能激活三萜合成的上游通路！”姜宇兴奋地在通路图上给SADS1画了个“指挥棒”。

此时，团队回头看传统记载，有了新的领悟：《本草纲目》说泽泻“畏海蛤、文蛤”，现代研究发现，某些贝类提取物可能抑制SE酶活性；《千金要方》用泽泻配白术“治水湿”，而白术的成分可能增强LS酶活性——古人的配伍智慧，竟与三萜合成的酶调控暗合。“这不是巧合，”陈雨薇感慨，“实践早已感知到分子层面的协同。”

第三回基因锁定SADS1的功能验证

2015年，团队正式将“三萜调控候选基因1号”命名为“SADS1”（S代表泽泻属Alisa的拉丁文缩写，ADS1取自其家族基因特征）。接下来的挑战是：如何证明它直接调控泽泻醇B的合成？

最直接的方法是“敲除实验”——如果敲除SADS1，泽泻醇B含量下降，就能反证其功能。但泽泻的基因编辑技术当时尚不成熟，团队决定先做“过表达实验”：将SADS1基因导入泽泻愈伤组织，让它过度表达。

愈伤组织像淡黄色的小疙瘩，在培养基中慢慢生长。三周后，检测显示：过表达SADS1的愈伤组织，泽泻醇B含量达0.09%，是普通愈伤组织（0.03%）的3倍，且SE、LS及下游修饰酶的基因表达量均同步升高。“这说明它不仅能激活上游，还能带动下游的特异性合成步骤。”陈雨薇看着数据，更加确定SADS1是“总开关”。

但过表达实验有局限：可能存在其他基因的代偿作用。团队需要更精准的“反向验证”。2016年，CRISPR-Cas9基因编辑技术在植物中应用渐趋成熟，姜宇主动请缨，承担敲除实验。“就像拆机器，拆掉一个零件，看哪个功能失灵，就知道它管什么。”

敲除过程远比想象中复杂。泽泻的遗传背景复杂，愈伤组织再生困难，前三次实验都失败了——要么基因没敲掉，要么敲掉后愈伤组织死亡。直到2017年初，他们优化了基因编辑载体，终于获得了3株SADS1敲除的泽泻幼苗。

当这些幼苗长到块茎形成期，团队屏住呼吸进行检测。结果显示：敲除株的泽泻醇B含量仅0.03%，比野生型（0.05%）下降40%；而三萜合成的关键酶基因表达量也随之降低。更意外的是，敲除株的块茎比野生型小了1/3，叶片也更易发黄——SADS1不仅调控三萜合成，可能还影响泽泻的生长发育。

“这才是基因的智慧，”陈雨薇在分析会上说，“它不会只管一个功能，而是像枢纽一样，协调生长与合成。就像泽泻在湿地里，既要长好自身，又要合成足够的三萜应对环境压力，SADS1就是这个平衡的管理者。”

第四回道地解密基因与环境的协同舞蹈

SADS1的功能明确后，团队把目光转回“道地性”——为什么建瓯的泽泻醇B含量更高？是SADS1的基因序列不同，还是环境诱导其高表达？

他们对不同产地的SADS1基因进行测序，发现存在3个碱基的自然变异（单核苷酸多态性，SNP）。其中，建瓯道地产区的泽泻，SADS1基因在启动子区域有一个独特的SNP，使其更易被“光照信号”激活。“这就像建瓯的SADS1带着‘感光天线’，”姜宇解释，“同样的光照时长，它能启动更强的表达。”

为了验证这一点，团队做了“光诱导实验”：将不同SNP类型的泽泻置于相同光照下，检测SADS1的表达量。结果显示：建瓯型泽泻的表达量是其他类型的1.8倍，泽泻醇B含量也相应更高。这与当地药农“泽泻喜阳”的经验完全吻合——原来“喜阳”的背后，是基因启动子对光照的敏感响应。

环境因素中，氮素的影响也通过SADS1体现。团队发